岡野　栄之Hideyuki Okano

生理学教室
教授

学位

1983年 医師免許取得
1988年 医学博士（慶應義塾大学）

主な研究領域

分子神経生物学, 発生生物学, 再生医学

略歴

1977年 3月 慶應義塾志木高等学校卒業
1977年 4月 慶應義塾大学医学部入学
1983年 3月 慶應義塾大学医学部卒業
1983年 4月 慶應義塾大学医学部生理学教室（塚田裕三教授）助手
1985年 8月 大阪大学蛋白質研究所（御子柴克彦教授）助手
1989年10月 米国ジョンス・ホプキンス大学医学部生物化学教室 （クレイグ・モンテル博士）に留学
1991年 8月 大阪大学蛋白質研究所（御子柴克彦教授）助手
1992年 4月 東京大学医科学研究所化学研究部（御子柴克彦教授）助手
1994年 9月 筑波大学基礎医学系分子神経生物学教授
1997年 4月 大阪大学医学部神経機能解剖学研究部教授
1999年 4月 大阪大学大学院医学系研究科教授
2001年 4月 慶應義塾大学医学部生理学教室教授
2003年～2008年 21世紀COEプログラム「幹細胞医学と免疫学の基礎・臨床一体型拠点」拠点リーダー
2007年10月 慶應義塾大学大学院医学研究科 委員長
2008年～ グローバルCOEプログラム「幹細胞医学のための教育研究拠点」拠点リーダー
2015年～2017年 慶應義塾大学医学部長
2017年10月～ 慶應義塾大学医学研究科委員長

受賞・特許

＜受賞＞

1988年 三四会奨励賞
1995年 加藤淑裕賞
1998年 北里賞
2001年 塚原仲晃賞
2004年 東京テクノフォーラムゴールドメダル賞
2004年 日本医師会医学賞
2004年 Distinguished Scientists Award (Catania 大学)
2006年 文部科学大臣顕彰・科学技術賞
2007年 Lead Reviewer Award (Stem Cells)
2008年 井上学術賞
2009年 紫綬褒章
2011年 日本再生医療学会よりJohnson & Johnson Innovation Award
2014年 第51回ベルツ賞(1等賞)

＜特許＞

発明の名称　人工多能性幹細胞のクローンの選択方法
出願番号　日本　特願　2012-512547
特許番号　日本　特許5777113号
特許取得日　2015.7.17
出願日　2010.5.28
出願人　学校法人慶應義塾、国立大学法人京都大学
発明者　岡野栄之、岡田洋平、三浦恭子、山中伸弥

発明の名称　霊長類動物の初期胚への外来遺伝子導入法及び該導入法を含むトランスジェニック霊長類動物を作出する方法
出願番号　アメリカ　12/865,304
特許番号　アメリカ　8592643
特許取得日　2013.11.26
出願日　2008.12.19
出願人　学校法人慶應義塾
発明者　岡野栄之、佐々木えりか

発明の名称　脊髄損傷治療薬剤
出願番号　ヨーロッパ　8721006.8
特許番号　ヨーロッパ　2116255
特許取得日　2013.4.10
出願日　2008.2.8
出願人　学校法人慶應義塾、国立大学法人大阪大学、クリングルファーマ株式会社
発明者　岡野栄之、戸山芳昭、中村雅也、岩波明生、北村和也、中村敏一、船越　洋、花田敬吾
（欧州、日本、中国、シンガポール、オーストラリアでも成立）

発明の名称　胚性幹細胞からの神経幹細胞、運動ニューロン及びGABA作動性ニューロンの製造法
出願番号　アメリカ　10/472,490
特許番号　アメリカ　7294510
特許取得日　2007.11.13
出願日　2001.10.3
出願人　独立行政法人科学技術振興機構
発明者　岡野栄之、島崎琢也

発明の名称　脊髄損傷サルモデルの作成法及びその利用
出願番号　特願2003-546653
特許番号　特許第4332650
特許取得日　2009.7.3
出願日　2003.11.26
出願人　独立行政法人科学技術振興機構　学校法人慶應義塾
発明者　岡野　栄之、戸山　芳昭、中村　雅也、野村　達次、谷岡　功邦、安東　潔、金村　米博

発明の名称　インターロイキン-6アンタゴニストを含有する脊髄損傷治療剤
出願番号　日本　特願2006-519063
特許番号　特許第4555924
特許取得日 2010.07.30
出願日　2004.2.24
発明者　岡野栄之、岡田誠司、中村雅也、吉崎和幸

※取得済み+査定済み特許合計54 件より抜粋

研究内容

脊髄損傷に対する安全なマウスiPS細胞由来神経幹細胞移植療法の開発
我々は京都大学山中伸弥教授（らと共同チームを組んで、種々のマウスiPS細胞から’安全な’クローンを用いて神経幹細胞を誘導培養し、それらを損傷脊髄に移植を行い、良好な機能回復を得ることに成功した。この機能回復は、移植細胞による再髄鞘化及び軸索誘導によるものであることを見出した。一方で、事前の検討で腫瘍形成能を呈する‘危険な’クローン由来の神経幹細胞を損傷脊髄へ移植すると、一時的には機能回復が得られるものの、移植細胞からの腫瘍形成・増大に伴い得られた回復が失われることも明らかとなったこれらの成果より、iPS細胞を移植療法に用いる前に、安全性について十分な評価を行うことが重要であると考えられる(Tsuji et al., PNAS, 2010)。

さらに免疫不全マウス、および霊長類コモンマーモセットの脊髄損傷モデルに対し、ヒトiPS細胞由来神経幹細胞を移植し、良好な生着および、有意な運動機能回復を得た。これらの移植細胞は約50%がニューロンへと分化し、シナプス形成も確認した（Nori et al., PNAS, 2011, Kobayashi et al., PLoS One, 2012）。しかし、神経幹細胞移植によって脊髄損傷が回復するメカニズムとして移植細胞由来オリゴデンドロサイトによる再髄鞘化の重要性が明らかにされていることから（Yasuda et al., Stem Cells, 2011）、2014年に確立したヒトiPS細胞からオリゴデンドロサイト前駆細胞へと分化させる誘導法（Numasawa et al., Stem Cell Reports, 2014）を用いて、免疫不全マウスの損傷脊髄へ移植すると、移植細胞が成熟オリゴデンドロサイトに分化して、残存する脱髄軸索を再髄鞘化し、有意な運動機能回復を得ることを確認した（Kawabata et al., Stem Cell Reports, in press）。

一方、”危険な”クローン由来のヒトiPS細胞由来神経幹細胞を移植すると、移植後長期経過観察後に腫瘍形成することを確認した。この”危険な”iPS細胞作成時に導入したOCT4遺伝子の活性化を認め、これが腫瘍形成に関与している可能性を示した。さらに、上皮間葉転換による腫瘍細胞の浸潤の可能性や、Wnt/β-cateninシグナルという腫瘍化や腫瘍細胞の浸潤に関与するとされているシグナルが活発に働いていることを示した(Nori et al., Stem Cell Reports, 2015)。この腫瘍を制御する方法として、免疫抑制剤を中止することでマウス脊髄に形成された移植細胞由来の腫瘍を消失させることにも成功した（Itakura et al., PLoS One, 2015）。

臨床応用へ向けて、当初は患者自身のiPS細胞を樹立し、神経幹細胞へと誘導し、移植する自家移植を行う方針だったが、我々は、霊長類における細胞移植の至適時期を受傷後約2～4週の亜急性期であることを見出した（Nishimura et al., Experimental Neurology, 2014）。現行の培養法では、樹立から分化誘導までに半年以上の期間を要するため、移植至適時期に間に合わない。そのため、現時点では京都大学iPS細胞研究所（CiRA）のiPS細胞バンク構想と連携した他家移植を計画している（Okano and Yamanaka, Molecular Brain, 2014）。他家移植に必要である移植細胞の凍結融解は大きな影響を及ぼさないことを確認し（Nishiyama et al., Neuroscience Research, in press）、今後、受傷後2～4週の亜急性期脊髄損傷患者に対するヒトiPS細胞由来神経幹細胞他家移植の臨床研究（PhaseⅠ/Ⅱa）を平成29年に開始する予定である。より安全なiPS細胞株の選定ができるようになってきたが、臨床応用の実現の前には、腫瘍原性の検討などを行い、十分な安全性の検証が必要である（Okano et al., Circulation Research, 2013）。現在、CiRAより臨床応用に使用可能な細胞株の譲渡を受け、神経幹細胞へと誘導し、亜急性期脊髄損傷への有効性、安全性の確認を行っている。

さらに、慢性期脊髄損傷患者への細胞移植治療の応用も考えている。慢性期脊髄損傷マウスへマウスiPS細胞由来神経幹細胞を移植しても、運動機能回復は得られず、慢性期損傷脊髄では、グリア瘢痕形成により移植細胞が移動できなきことや、亜急性期での運動機能回復は、亜急性期損傷脊髄に多く存在するM2マクロファージが寄与している可能性を示した（Nishimura et al., Molecular Brain, 2013）。さらに、完全損傷に対する治療戦略として、細胞の足場としてスカフォールドを使用し細胞移植することで、完全損傷部の欠損を架橋し、宿主の脊髄へと細胞が移動したことを示した。しかし、神経連絡は得られず、運動機能回復は得られなかった（Sugai et al., Journal of Neuroscience Research, 2015）。慢性期脊髄損傷への有効な治療の開発に向けて、現在、細胞移植のみならず、リハビリテーションやグリア瘢痕を処理する薬剤を併用する治療開発に取り組んでいる。

Tsuji O, Miura K, Okada Y, Fujiyoshi K, Nagoshi N, Kitamura K, Kumagai G, Mukaino M, Nishino M, Tomisato S, Higashi H, Ikeda E, Nagai T, Kohda K, Takahashi K, Okita K, Katoh H, Matsuzaki Y, Yuzaki M, Toyama Y, Nakamura M, Yamanaka S and Okano H.: Therapeutic effect of the appropriatelly evaluated ‘safe’ iPS cells for spinal cord injury. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 107(28): 12704-12709, 2010.

Nori S, Okada Y, Yasuda A, Tsuji O, Takahashi Y, Kobayashi Y, Fujiyoshi K, Koike M, Uchiyama Y, Ikeda E, Toyama Y, Yamanaka S, Masaya N, Okano H.: Grafted human induced pluripotent stem cell-derived neurospheres promotes motor functional recovery after spinal cord injury in mice. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 108(40): 16825-16830, 2011.

Kobayashi Y, Okada Y, Itakura G, Iwai H, Nishimura S, Yasuda A, Nori S, Hikishima K, Konomi T, Fujiyoshi K, Tsuji O, Toyama Y, Yamanaka S, Nakamura M, Okano H.: Pre-evaluated safe human iPSC-derived neural stem cells promote functional recovery after spinal cord injury in common marmoset without tumorigenicity. PLoS ONE, 7(12): e52787, 2012．

Yasuda A, Tsuji O, Shibata S, Nori S, Takano M, Kobayashi Y, Takahashi Y, Fujiyoshi K, Hara CM, Miyawaki A, Okano HJ, Toyama Y, Nakamura M, Okano H.: Significance of remyelination by neural stem/progenitor cells transplanted into the injured spinal cord. Stem Cells 29(12):1983-94, 2011.

Numasawa-Kuroiwa Y, Okada Y, Shibata S, Kishi N, Akamatsu W, Shoji M, Nakanishi A, Oyama M, Osaka H, Inoue K, Takahashi K, Yamanaka S, Kosaki K, Takahashi T, Okano H. Involvement of ER Stress in Dysmyelination of Pelizaeus-Merzbacher Disease with PLP1 Missense Mutations Shown by iPSC-Derived Oligodendrocytes. Stem Cell Reports, 2(5):648-661, 2014.

Kawabata S, Takano M, Numasawa-Kuroiwa Y , Itakura G, Kobayashi Y, Nishiyama Y, Sugai K, Nishimura S, Iwai H, Isoda M, Shibata S, Kohyama J, Iwanami A, Toyama Y, Matsumoto M, Nakamura M, Okano H.:Grafted human iPS cell-derived oligodendrocyte precursor cells contribute to robust remyelination of demyelinated axons after spinal cord injury. Stem Cell Reports, In Press.

Itakura G, Kobayashi Y, Nishimura S, Iwai H, Takano M, Iwanami A, Toyama Y, Okano H, Nakamura M. Controlling Immune Rejection Is a Fail-Safe System against Potential Tumorigenicity after Human iPSC-Derived Neural Stem Cell Transplantation. PLoS One. 23;10(2):e0116413, 2015.

Nishimura S, Sasaki T, Shimizu A, Yoshida K, Iwai H, Koya I, Kobayashi Y, Iakura G, Shibata S, Ebise H, Horiuchi K, Kudoh J, Toyama Y, Anderson AJ, Okano H, Nakamura M. Global gene expression analysis following spinal cord injury in non-human primates. Exp Neurol. 261:171-9.doi: 10.1016, 2014.

Okano H, Yamanaka S. iPS cell technologies: significance and applications to CNS regeneration and disease. Mol Brain. 7:22, 2014

Nishiyama Y, Iwanami A, Kohyama J, Itakura G, Kawabata S, Keiko Sugai K, Nishimura S, Kashiwagi R, Yasutake K, Isoda M, Matsumoto M, Nakamura M, Okano H.: Safe and efficient method for cryopreservation of human induced pluripotent stem cell-derived neural stem and progenitor cells by a programmed freezer with a magnetic field . Neurosci Res. In Press.

Okano H, Nakamura M, Yoshida K, Okada Y, Tsuji O, Nori S, Ikeda E, Yamanaka S, Miura K. Steps toward safe cell therapy using induced pluripotent stem cells. Circ Res. 112(3):523-33, 2013

Nishimura S, Yasuda A, Iwai H, Takano M, Kobayashi Y, Nori S, Tsuji O, Fujiyoshi K, Takahashi Y, Ebise H, Toyama Y, Okano H , Nakamura M.: Time-dependent changes in the microenvironment of injured spinal cord affects the therapeutic potential of neural stem cell transplantation for spinal cord injury. Mol. Brain, 6:3, 2013.

Sugai K, Nishimura S, Kato-Negishi M, Onoe H, Iwanaga S, Toyama Y, Matsumoto M, Takeuchi S, Okano H, Nakamura M. Neural stem/progenitor cell-laden microfibers promote transplant survival in a mouse transected spinal cord injury model. J Neurosci Res. 2015 Aug 24. doi: 10.1002/jnr.23636. 2015

遺伝子改変霊長類の作出に成功
我々と（財）実験動物中央研究所の佐々木 えりか 博士の共同研究チームは、霊長類であるコモンマーモセットで遺伝子改変動物を作り出すことに成功した。遺伝子が導入された第一世代だけではなく、第二世代でも導入遺伝子の発現が認められており、次世代まで導入遺伝子が受け継がれた霊長類の作出は世界で初めてである。

これまでマウスやラットなどの遺伝子改変動物は、ライフサイエンス研究に貢献してきましたが、ヒト疾患の実験研究のためにはげっ歯類よりは格段にヒトと機能的・解剖学的に類似している霊長類による動物実験が求められてきた。実験動物中央研究所では１９７０年代からこの課題に取り組み、１９８０年には霊長類のうちでもっとも小型で、かつ繁殖力の高いコモンマーモセットを規格化された実験動物として確立することに成功し、現在まで実験動物としての計画繁殖を継続している。我々の研究グループは、そのマーモセットを使用して動物実験を進め、脊髄損傷などを再生する治療法に大きな成果をあげてきた。また、佐々木博士らは我々との共同研究を行い、ヒト疾患モデル動物の開発・研究を大きく進展させ、今回の成功に至った。

今回の遺伝子改変霊長類では、マーモセットの体外で、マーモセット胚に、ウイルスベクターを用いて外来遺伝子である緑色蛍光たんぱく質（GFP）をコードする遺伝子を導入しました。その胚を仮親マーモセットの胎内へ戻して妊娠を成立させたところ、４匹の仮親から５匹の子が出産に至り、全てが遺伝子改変マーモセットであった。しかもこの５匹のうち２匹の生殖細胞に導入遺伝子が組み込まれていることが確認され、この１匹から第二世代のGFPが組み込まれたマーモセットが得られた。

今後、この遺伝子改変技術を用いてヒトのパーキンソン病や筋委縮性側索硬化症（ALS）、などの神経難病のモデルマーモセットを作り出し、これを用いることによって前臨床研究が大きく前進するものと期待される（Sasaki et al., Nature, 2009）。

マーモセットのような近年になって用いられるようになった新しいモデル動物の場合は、ゼブラフィッシュやマウスなどの広く用いられている動物種とは異なり、遺伝子配列や標準的な脳地図を含む様々な基礎的な情報が不十分なために、解析に用いられづらい側面があった。遺伝子改変動物を作成するためにも、また、詳細な遺伝子の発現解析を実施するためにも、正確なマーモセット遺伝子配列情報は必要不可欠であった。これまでにも公開されていたマーモセットの基礎的情報に関するデータベースはあったが、断片的な情報の寄せ集めの感が否めないものばかりで、お世辞にも完成度が高いとは言えなかった。そこで私達は、そのようなニーズに応えるべく、実験動物中央研究所や慶應理工学部とマーモセットの全ゲノム情報を私達のグループで完成させ、公開することになった（Satoet al., Scientific Report.2015）。これにより、世界中の研究者がますますマーモセットの解析に取り組みやすくなって行くものと考えている。

マーモセット脳の解析については、これまで最先端研究開発支援プログラムや革新的技術による脳機能ネットワークの全容解明プロジェクトなどを通じて、マーモセットの標準脳地図作りに取り組んできた。まず第一段階として、私達は核磁気共鳴画像法(MRI)を用いて、脳全体の基本的な構造情報を網羅した報告を行った(HikishimaK et al Neuroscience. 2013)。今後、様々な解像度でさらに詳細な脳地図作りに引き続き取り組み、マーモセット研究コミュニティ全体に貢献していきたいと考えている。

また、革新的技術による脳機能ネットワークの全容解明プロジェクトの一環で、埼玉県和光市にある理化学研究所・脳科学総合研究センターにおいても「マーモセット神経構造研究チーム」という研究室を立ち上げ運営している。理研においては2014年12月に9.4Tの超高磁場MRI装置が導入され、より高精度のマーモセット脳の構造地図作製のみならず、DTTという撮影手法を用いて神経投射地図の作成も行っている。また、この9.4Tの超高磁場MRI装置の３０cmという大きなボア径を活かし、マーモセットを覚醒下の状態でEye Trackerを利用して視覚課題を行わせ、課題試行注の脳の神経活動を測定することにより、マーモセットの機能地図の作成も目指している。

更に、霊長類の中では遺伝子改変技術の適用が容易である点を活かし、遺伝子改変マーモセットの作製も行っている。近年急速に開発されるゲノム編集技術を利用し、標的遺伝子を破壊するノックアウト技術に加え、特定のゲノム領域に遺伝子を組み込むノックイン技術の開発も行っている。マーモセットが社会性の高い霊長類という利点を活かし、マウスモデルではヒトの病態を再現しきれていない自閉症スペクトラム障害のモデルマーモセットの作製・解析や、脳地図作成において欠かせないニューロンタイプ特異的にCre遺伝子を発現させるノックインマーモセット系統の作製を行っている。

Sato K, Kuroki Y, Kumita W, Fujiyama A, Toyoda A, Kawai J, Iriki A, Sasaki E, Okano H, Sakakibara Y.: Resequencing of the common marmoset genome improves genome assemblies and gene-coding sequence analysis. Sci Rep. 5:16894, 2015.

Hikishima K, Sawada K, Murayama AY, Komaki Y, Kawai K, Sato N, Inoue T, Itoh T, Momoshima S, Iriki A, Okano HJ, Sasaki E, Okano H.:Atlas of the developing brain of the marmoset monkey constructed using magnetic resonance histology. Neuroscience ;230:102-113,2013.

iPS細胞樹立に用いる体細胞の由来とその移植安全性の関係をマウスで評価、検証
山中伸弥教授（京都大学）らと我々の共同研究グループは、体細胞の由来や樹立法が異なる、様々なマウスiPS細胞から神経系前駆細胞を分化誘導し、マウス脳へ移植する試験を行いました。その結果、iPS細胞の樹立に用いた体細胞の由来が移植安全性に大きく影響することを見出した。

本研究では、胎仔マウス由来線維芽細胞や、成体マウスの尾部由来線維芽細胞、肝細胞、胃上皮細胞に、４遺伝子（Oct3/4, Klf4, Sox2, c-Myc）またはc-Myc（山中伸弥教授らの研究グループによるとc-Mycの再活性化が腫瘍形成の一因と確認されている）を除く３遺伝子を導入、細胞選抜作業の有無の条件下、iPS細胞を樹立した。これらのiPS細胞からニューロスフェア注2として分化誘導された神経系前駆細胞を免疫不全マウスの脳に移植した。その結果、胎仔マウス線維芽細胞や成体胃上皮細胞から樹立されたiPS細胞由来のニューロスフェアを移植したマウスには、ほとんど腫瘍が見られなかった。これは、ES細胞を用いて同様の試験を行って得られた結果と同等であると考えられた。一方、成体マウス尾部由来線維芽細胞から作られたiPS細胞からのニューロスフェアの場合、移植されたマウスの多くで腫瘍が形成された。肝細胞由来のiPS細胞においても一部において腫瘍が形成されました。神経系へ分化誘導をしても未分化細胞が残存したため、腫瘍が形成されたと考えられ、また組織学的解析から、この腫瘍は奇形腫ないし奇形癌腫と考えられた。上記の結果は、iPS細胞樹立に用いた因子でのc-Mycの有無や、細胞選抜作業の有無との関連性はありませんでした。また、キメラマウスでの腫瘍発症の要因であるc-Myc遺伝子の活性化は、移植試験に用いたiPS細胞にはみられず、奇形腫形成には関与していないことが確かめらた。今回、36種類のマウスiPS細胞を評価したが、これほどの規模で同時に安全性を評価した事例は世界で初めてである。この成果は、今後の再生医療への応用へ向けた、ヒトiPS細胞の安全性の確保に向けて、iPS細胞樹立に用いる体細胞の重要性を示すとともに、数多くのiPS細胞株の中から移植安全性に優れた株を評価、選抜する方法の重要性と方向性を明示すものと期待される(Miura et al., Nature Biotech, 2009)

中枢神経系の発生過程を再現する培養システムの開発
我々はまず、マウス胚性幹細胞から神経幹細胞を分化誘導し、その分化ポテンシャルの変化を試験管内で再現、及び解析する培養系を開発した(Okada Y et al. Stem Cells 2008)。この培養系の中で神経幹細胞は、in vivoでの神経発生と同様に、まず発生初期にのみ現れる神経細胞(運動ニューロン、コリン作動性ニューロン、ドパミン作動性ニューロンなど)のみを産生する。そして継代後は、発生中期以降に現れる神経細胞(GABA作動性ニューロンなど)とグリア細胞を産生するようになる。このシステムを利用することで幼弱型と成熟型の神経幹細胞を区別して扱うことが可能になり、2者間での遺伝子の発現レベルや、移植による治療効果の差などの比較解析を行うことができるようになった。

患者由来iPS細胞を用いた病態解明および創薬研究
iPS細胞技術の発明により、これまでアクセスすることが困難であった組織の細胞（脳など）を試験管内で作成することが可能となりました。神経系においては、患者の生体内で起きている現象を生体外で再現する手段として期待されている。

これまでに開発してきたヒトiPS 細胞樹立システムおよびiPS細胞より各種神経系細胞への分化誘導および培養システム(Imaizumi K et al. Stem Cell Repots.2015) （Shimojo et al., Mol Brain, 2015）を応用し、また15の厚生労働省難治性疾患研究班の共同研究者と協力して神経疾患iPS 細胞を樹立し、疾患感受性細胞への分化誘導を行っている。これまでに筋萎縮性側索硬化症、アルツハイマー病(Yagi T et al. Hum Mol Genet. 2011)、家族性パーキンソン病(Imaizumi Y et al. Mol Brain.2012) (Ohta et al., Human Mol Genet, 2015)を含む神経変性疾患や、発達遅滞を来すドラベ症候群(Higurashi N et al. Mol Brain. 2013)、ペリツェウス・メルケバッハ病(Numasawa-Kuroiwa Y et al. Stem Cell Reports. 2014)、レット症候群(Andoh-Noda T et al. Mol Brain. 2015)などの小児の疾患,統合失調症 (Bundo et al., Neuron, 2014)などの精神疾患、および網膜色素変性症 (Yoshida et al., Mol Brain, 2014)の患者さんの皮膚線維芽細胞や血液細胞よりiPS細胞を作成し、神経細胞に分化誘導し試験管内でのモデル作成に成功し、病態解明を進めている。さらに近年ゲノム編集ツールが開発され、病気の原因となっている遺伝子変異を有する細胞の遺伝子を修復することや、人為的に遺伝子変異を細胞に生じさせることが可能となった。この技術とiPS細胞を用いた試験管内病態モデルを組み合わせることで、原因遺伝子のみを変化させることでどのような表現型の違いが生じるかを見ることができ、より精密な病態モデル解析が可能となった。これらのモデルを用い、実際に複数の神経疾患について病態に基づく創薬スクリーニングを開始している。

しかし、これまでの研究を通して、iPS細胞を分化誘導して得られた各種神経細胞は生体内の細胞に比べて、未成熟さや低純度であるなどの問題点があることが分かってきた。神経分化に重要な転写因子を遺伝子導入することでより成熟した各種神経細胞を、より高効率に、短期間に作成するとの報告がされており、よりより疾患モデルを試験管内で作成するために、疾患に関わる細胞について独自に誘導方法の改良をおこなっている。(Imaizumi and Okano, J Neurochem, 2014) (Okano and Yamanaka, Mol Brain, 2014)

またiPS細胞は病気に罹患している本人由来の細胞を用いて各種組織の細胞を作ることが可能である。そのようにして作成された細胞は、患者の免疫拒絶を受けない。このことより、試験管内で患者由来細胞の遺伝子異常を修復し、iPS細胞を介して正常な細胞を作成し患部に移植する個別化医療および再生医療に大きな期待が寄せられている。我々はiPS細胞を用いた神経疾患に対して創薬研究のみならず、iPS細胞を介して作成した細胞を生体内（マウスやマーモセット）に移植して機能が補われるかについて働きをみる研究を進めている。(Ito et al., Annals of Neurol, 2012)

Yagi T, Ito D, Okada Y, Akamatsu W, Nihei Y, Yoshizaki T, Yamanaka S, Okano H, Suzuki N. Modeling familial Alzheimer's disease with induced pluripotent stem cells. Hum Mol Genet.;20(23):4530-9, 2011

Imaizumi Y, Okada Y, Akamatsu W, Koike M, Kuzumaki N, Hayakawa H, Nihira T, Kobayashi T, Ohyama M, Sato S, Takanashi M, Funayama M, Hirayama A, Soga T, Hishiki T, Suematsu M, Yagi T, Ito D, Kosakai A, Hayashi K, Shouji M, Nakanishi A, Suzuki N, Mizuno Y, Mizushima N, Amagai M, Uchiyama Y, Mochizuki H, Hattori N, Okano H. Mitochondrial dysfunction associated with increased oxidative stress and α-synuclein accumulation in PARK2 iPSC-derived neurons and postmortem brain tissue.Mol Brain. 5:35, 2012

Higurashi N1, Uchida T, Lossin C, Misumi Y, Okada Y, Akamatsu W, Imaizumi Y, Zhang B, Nabeshima K, Mori MX, Katsurabayashi S, Shirasaka Y, Okano H, Hirose S. A human Dravet syndrome model from patient induced pluripotent stem cells. Mol Brain. 6:19, 2013.

Numasawa-Kuroiwa Y, Okada Y, Shibata S, Kishi N, Akamatsu W, Shoji M4, Nakanishi A, Oyama M, Osaka H, Inoue K, Takahashi K, Yamanaka S, Kosaki K, Takahashi T, Okano H. Involvement of ER stress in dysmyelination of Pelizaeus-Merzbacher Disease with PLP1 missense mutations shown by iPSC-derived oligodendrocytes. Stem Cell Reports. 2(5):648-61, 2014

Andoh-Noda T, Akamatsu W, Miyake K, Matsumoto T, Yamaguchi R, Sanosaka T, Okada Y, Kobayashi T, Ohyama M, Nakashima K, Kurosawa H, Kubota T, Okano H. Differentiation of multipotent neural stem cells derived from Rett syndrome patients is biased toward the astrocytic lineage. Mol Brain. 8:31, 2015

Bundo M, Toyoshima M, Okada Y, Akamatsu W, Ueda J, Nemoto-Miyauchi T, Sunaga F, Toritsuka M, Ikawa D, Kakita A, Kato M, Kasai K, Kishimoto T, Nawa H, Okano H, Yoshikawa T, Kato T, Iwamoto K.: Increased l1 retrotransposition in the neuronal genome in schizophrenia. Neuron. 81(2):306-13, 2014

Yoshida T, Ozawa Y, Suzuki K, Yuki K, Ohyama M, Akamatsu W, Matsuzaki Y, Shimmura S, Mitani K, Tsubota K, Okano H. The use of induced pluripotent stem cells to reveal pathogenic gene mutations and explore treatments for retinitis pigmentosa. Mol Brain. 7:45, 2014

Ohta E, Nihira T, Uchino A, Imaizumi Y, Okada Y, Akamatsu W, Takahashi K, Hayakawa H, Nagai M, Ohyama M, Ryo M, Ogino M, Murayama S, Takashima A, Nishiyama K, Mizuno Y, Mochizuki H, Obata F, Okano H. I2020T mutant LRRK2 iPSC-derived neurons in the Sagamihara family exhibit increased Tau phosphorylation through the AKT/GSK-3β signaling pathway. Hum Mol Genet. 24(17):4879-900, 2015

Imaizumi K, Sone T, Ibata K, Fujimori K, Yuzaki M, Akamatsu W, Okano H. Controlling the Regional Identity of hPSC-Derived Neurons to Uncover Neuronal Subtype Specificity of Neurological Disease Phenotypes. Stem Cell Reports. 5(6):1010-1022, 2015

Shimojo D, Onodera K, Doi-Torii Y, Ishihara Y, Hattori C, Miwa Y, Tanaka S, Okada R, Ohyama M, Shoji M, Nakanishi A, Doyu M, Okano H, Okada Y. Rapid, efficient, and simple motor neuron differentiation from human pluripotent stem cells. Mol Brain. 8(1):79, 2015.

Ito D, Okano H, Suzuki N. Accelerating progress in induced pluripotent stem cell research for neurological diseases. Ann Neurol. 72(2):167-74, 2012.

Imaizumi Y, Okano H. Modeling human neurological disorders with induced pluripotent stem cells. J Neurochem. 129(3):388-99, 2014.

Okano H, Yamanaka S. iPS cell technologies: significance and applications to CNS regeneration and disease. Mol Brain. 7:22, 2014.

COUP-TFI/IIによる神経幹細胞の分化能の時系列特異的な調節機構
次に、神経幹細胞の発生ポテンシャル変化を時系列特異的に制御する機構を解明する目的で、先述のマウスES細胞から神経幹細胞への分化系を利用し、幼弱型と成熟型の神経幹細胞で発現が変化する遺伝子群を、DNAマイクロアレイにより解析した。変動した遺伝子群のうち、特にクロマチン再構成因子や転写因子のような遺伝子発現制御因子に焦点を当て、レンチウイルスベクターを用いた遺伝子の過剰発現、あるいはノックダウンによる機能スクリーニングを行った。その結果、オーファン核内受容体ファミリーの一種である、COUP-TFI及びIIの両遺伝子のノックダウンが、神経幹細胞の成熟、すなわちグリア細胞への分化能の獲得を阻害することが明らかとなった。また、この遺伝子のノックダウンが、神経発生初期にのみ生まれる特定の神経細胞への分化能の維持をもたらすことも明らかとなった。COUP-TFI/IIのノックダウンをマウス胎仔脳でも行ったところ、in vitroの結果と同様に、神経幹細胞のグリア細胞への分化能獲得の阻害と、初期型神経細胞の産生能の維持が確認された。以上の結果は、幼弱型神経幹細胞が成熟型に移行するのにCOUP-TFI/IIが必要であることを示唆している。この事実を逆に利用し、COUP-TFI/IIをノックダウンすることで、発生初期にしか現れない運動ニューロンなどのニューロンをES細胞から作り続けることができるので、再生医療技術の開発にも繋がると期待される (Naka H et al. Nat Neurosci 2008)。

さらに最近、マイクロ RNA（miRNA）の1つであるmiR-17とそのホモログmiR-106a/bが、COUP-TFI/II の下流において、細胞内シグナル伝達因子でタンパク質リン酸化酵素の一種であるp38MAP-kinaseの発現制御を介して神経幹細胞の神経新生からグ リア分化期への移行を制御していることを発見した。すなわち、miR-17/106は発生初期の神経新生期において幹細胞で高発現しており、p38の発現を抑制することによってグリアへの分化を阻害しており、発生とともにmiR-17/106の発現が低下・消失し、逆にp38の発現が増加することがグリアへの分化能獲得に必須であることを示した。さらに、神経分化能が大きく低下し、グリアへの分化が優勢になった幹細胞にmiR- 17を強制発現させるかp38の発現あるいは酵素活性を阻害すると神経分化能が発生初期の神経新生期のレベルまでに回復させることができることを示した(Naka-Kaneda H et al. Proc Natl Acad Sci USA 2014).。これは、発生が進行し可塑性が低下した神経幹細胞を薬剤によって部分的ではあるが若返らせることができることを意味している。他にも、神経幹細胞のグリア分化能獲得に必須な転写因子として知られているNFIAおよびNFIBを標的としてそれらの発現を抑制し、グリア分化能獲得のタイミング制御に寄与しているmiRNAとしてmiR-153を同定した。 miR-153は発生初期の神経新生期幹細胞で特異的に高発現し、NFIA/Bの発現抑制を介して幹細胞のグリアへの分化を抑制しており、発生の進行とともにその発現が低下し、NFIA/Bの発現が上昇することがグリアへの分化能獲得に必須であることを示した。　一方、げっ歯類において胎生期から成体に至るまで 主に神経細胞を生産しているaSVZにおいてはその発現の低下が見られないことから、miR-153の成体神経幹細胞による神経新生への関与も示唆された(Tsuyama J et al. Stem Cell Rep 2015)。これらの発見は、成体神経幹細胞の効率的な動因による脳損傷や神経変性疾患の治療法の開発に繋がるものと考えられる。

Naka-Kaneda H, Nakamura S, Igarashi M, Aoi H, Kanki H, Tsuyama J, Tsutsumi S, Aburatani H, Shimazaki T, Okano H: The miR-17/106-p38 axis is a key regulator of the neurogenic-to-gliogenic transition in developing neural stem/progenitor cells. Proc Natl Acad Sci USA 111: 1604-1609, 2014.

Tsuyama J, Bunt J, Richards LJ, Iwanari H, Mochizuki Y, Hamakubo T, Shimazaki T, Okano H: MicroRNA-153 regulates the acquisition of gliogenic competence by neural stem cells. Stem Cell Rep 5: 365-377, 2015.

ショウジョウバエを用いた遺伝学的なアプローチ
これまでに述べてきたように、近年、本研究室ではヒト iPS 細胞の樹立法や遺伝子組み換えマーモセットを用いた研究基盤が急速に確立しつつあり、基礎研究で得た知見を再生医療に応用する道すじが見えてきた。今後、一連の研究をより具体的かつ迅速に遂行するためには、基礎研究の裾野を一層柔軟に拡大し、そこで得られるシーズを有機的に統合し続けるボトムアップ型の努力が不可欠である。この目的のために、米国留学時より２０年以上にわたってショウジョウバエをモデル動物とした研究を行っており、これまでに神経系の発生・分化に関わる分子機構について研究成果を報告してきた (Okabe et al. Nature 2001 など)。

近年、ヒト成人脳において、増殖を休止していた神経幹細胞が環境変化によって再活性化されるとの報告が相次いでいる。この事は、内在性の神経幹細胞が中枢神経系の再生医療に応用できる可能性がある事を示唆している。興味深い事に、ショウジョウバエのほぼすべての神経幹細胞は、発生過程において一旦分裂を休止し、その後の環境変化に伴って分裂を再活性化する事がわかってきた。すなわち、神経幹細胞の増殖活性を制御する分子機構は、種を超えて進化的に保存されている事が示唆される。我々はこの点に着目して新たな実験系を立ち上げ、解析を進めた。その結果、神経幹細胞の再活性化の制御とエネルギー代謝の間に重要な相互作用が存在する事を見出した。本研究成果は現在論文準備中である。さらに、引き続き神経幹細胞の再活性化を制御する分子機構の解明を進めると同時に、ショウジョウバエの中枢神経系バリア機構をモデルとして、血液脳関門の強度制御に関する研究を進めている。遺伝学的な手法で関連分子の探索を行い、これまでに複数の遺伝子を得ている。現在、これらについても解析を進めている。

Okabe M, Imai T, Kurusu M, Hiromi Y, Okano H. : Translational repression determines a neuronal potential in Drosophila asymmetric cell division. Nature, (6833): 94-8, 2001.

代表論文

  1. Okano H, Miyawaki A, Kasai K.: Brain/MINDS: Brain-Mapping Project in Japan. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 370: 20140310, 2015.

  2. Tsuboi D, Kuroda K, Tanaka M, Namba T, Iizuka Y, Taya S, Shinoda T, Hikita T, Muraoka S, Iizuka M, Nimura A, Mizoguchi A, Shiina N, Sokabe M, Okano H, Mikoshiba K, Kaibuchi K. Disrupted-in-schizophrenia 1 regulates transport of ITPR1 mRNA for synaptic plasticity. Nat Neurosci. 18(5):698-707, 2015.

  3. Shiratori-Hayashi M, Koga K, Tozaki-Saitoh H, Kohro Y, Toyonaga H, Yamaguchi C, Hasegawa A, Nakahara T, Hachisuka J, Akira S, Okano H, Furue M, Inoue K, Tsuda M.: STAT3-dependent reactive astrogliosis in the spinal dorsal horn underlies chronic itch. Nat Med. 21(8):927-931, 2015.

  4. Belmonte JC, Callaway EM, Churchland P, Caddick SJ, Feng G, Homanics GE, Lee K-F, Leopold DA, Miller CT, Mitchell JF, Mitalipov F, Moutri AR, Movshon JA, Okano H, Reynolds JH, Ringach D, Sejnowski TJ, Silva AC, Strick PL, Wu J, Zhang F. (in alphabetical order): Brains, Genes and Primates. Neuron. 86(3):617-631, 2015.

  5. Fujioka M, Okano H, Edge AS. Manipulating cell fate in the cochlea: a feasible therapy for hearing loss. Trends Neurosci. 38(3):139-144, 2015.

  6. Tsuyama J, Bunt J, Richards LJ, Iwanari H, Mochizuki Y, Hamakubo T, Shimazaki T, Okano H.: MicroRNA-153 Regulates the Acquisition of Gliogenic Competence by Neural Stem Cells. Stem Cell Reports. 5(3):365-377, 2015.

  7. Ohta E, Nihira T, Uchino A, Imaizumi Y, Okada Y, Akamatsu W, Takahashi K, Hayakawa H, Nagai M, Ohyama M, Ryo M, Ogino M, Murayama S, Takashima A, Nishiyama K, Mizuno Y, Mochizuki H, Obata F, Okano H.: I2020T mutant LRRK2 iPSC-derivedneurons in the Sagamihara family exhibit increased Tau phosphorylation through the AKT/GSK-3 Hum Mol Genet. 24(17): 4879-900, 2015.

  8. Nori S, Okada Y, Nishimura S, Sasaki T, Itakura G, Kobayashi Y, Renault-Mihara F, Shimizu A, Koya I, Yoshida R, Kudoh J, Koike M, Uchiyama Y, Ikeda E, Toyama Y, Nakamura M, Okano H.: Long-term safety issues associated with iPSC-based cell therapy in a spinal cord injury model: Oncogenic transformation with epithelial-mesenchymal transition. Stem Cell Reports, 4(3):360-373, 2015.

  9. Imaizumi K, Sone T, Ibata K, Fujimori K, Yuzaki M, Akamatsu W, Okano H. Controlling the Regional Identity of hPSC-Derived Neurons to Uncover Neuronal Subtype Specificity of Neurological Disease Phenotypes. Stem Cell Reports. 2015

  10. Sato K, Kuroki Y, Kumita W, Fujiyama A, Toyoda A, Kawai J, Iriki A, Sasaki E, Okano H, Sakakibara Y. Resequencing of the common marmoset genome improves genome assemblies and gene-coding sequence analysis. Sci Rep. 5:16894, 2015.

  11. Kuwako K, Kawase S, Nishimoto Y, Okano H.: Cadherin-7 regulates mossy fiber connectivity in the cerebellum. Cell Reports, 9(1):311-323, 2014.

  12. Numasawa-Kuroiwa Y, Okada Y, Shibata S, Kishi N, Akamatsu W, Shoji M, Nakanishi A, Oyama M, Osaka H, Inoue K, Takahashi K, Yamanaka S, Kosaki K, Takahashi T, Okano H. Involvement of ER Stress in Dysmyelination of Pelizaeus-Merzbacher Disease with PLP1 Missense Mutations Shown by iPSC-Derived Oligodendrocytes. Stem Cell Reports, 2(5):648-661, 2014.

  13. Murota Y, Ishizu H, Nakagawa S, Iwasaki YW, Shibata S, Kamatani MK, Saito K, Okano H, Siomi H, Siomi MC.Y:Yb controls ovarian somatic piRNA biogenesis by directing perinuclear localization of RNA substrates and protein factors. Cell Reports, 8(1):103-113, 2014.

  14. Bae B-I, Tietjen I, Atabay KD, Evrony GD, Johnson MB, Asare E, Murayama A, Im K, Crosier M, Lisgo SN, Lindsay S, Šestan N, Bernard S. Chang BS, Barkovich J, Grant E, Topçu M, Politsky J, Okano H, Piao X, and Walsh CA: Evolutionarily Dynamic Alternative Splicing of GPR56 Regulates Regional Cerebral Cortical Patterning. Science 343 (6172): 764-768, 2014.

  15. Naka-Kaneda H, Nakamura S, Igarashi M, Aoi H, Kanki H, Tsutsumi S, Aburatani H, Shimazaki T and Okano H: The miR-17/106-p38 axis is a key regulator of the neurogenic-to-gliogenic competence transition in developing neural stem/progenitor cells. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 111(4):1604-1609, 2014.

  16. Bundo M, Toyoshima M, Okada Y, Akamatsu W, Ueda J, Nemoto-Miyauchi T, Sunaga F, Toritsuka M, Ikawa D, Kakita A, Kato M, Kasai K, Kishimoto T, Nawa H, Okano H, Yoshikawa T, Kato T, and Iwamoto K: Increased L1 Retrotransposition in the neuronal genome in Schizophrenia. Neuron 81(2):306-313, 2014.

  17. Matsuzaki Y, Mabuchi Y and Okano H.: Leptin Receptor Makes its Mark on MSCs. Cell Stem Cell, 15(2): 112-114, 2014.

  18. Okano H and Yamanaka S: iPS Cell Technologies: Significance and Applications to CNS Regeneration and Disease Research. Mol Brain, 7(1):22, 2014.

  19. Okano H, Nakamura M, Yoshida K, Okada Y, Tsuji O, Nori S, Ikeda E, Yamanaka S, Miura K.: Steps toward safe cell therapy using induced pluripotent stem cells. Circulation Research, 112(3):523-533, 2013.

  20. Nakamura M, Okano H: Cell transplantation for spinal cord injury focusing on induced pluripotent stem cells. Cell Res. 23(1):70-80, 2013.

  21. Fukuda T, Takeda S, Xu R, Ochi H, Sunamura S, Sato T, Shibata S, Yoshida Y, Gu Z, Kimura A, Ma C, Xu C, Bando W, Fujita K, Shinomiya K, Hirai T, Asou Y, Enomoto M, Okano H, Okawa A, Itoh H. Sema3A regulates bone-mass accrual through sensory innervations. Nature. 497(7450):490-493, 2013.

  22. Iwanami A, Gini B, Zanca C, Assuncao A, Nael A, Dang J, Yang H, Zhu S, Kohyama J, Kitabayashi I, Cavenee WK, Cloughesy TF, Furnari TF, Nakamura M, Toyama Y, Okano H, Mischel P.: PML mediates Glioblastoma resistance to mTOR-targeted therapies. Proc.Natl.Acad.Sci.USA110(11):4339-4344, 2013.

  23. Mizutari K, Fujioka M, Hosoya M, Bramhall N, Okano HJ, Okano H, Edge ASB. : Notch inhibition induces cochlear hair cell regeneration and recovery from noise-induced hearing loss. Neuron 77(1):58-69, 2013.

  24. Ito D, Okano H, Suzuki N: Accelerating progress in iPS cell research for neurological diseases. Annal. Neurol 72(2):167-74, 2012

  25. Matsuda S, Okano HJ, Tsutsumi S, Aburatani H, Saga Y, Matsuzaki Y, Akaike A, Sugimoto H and Okano H.: Sox21 promotes hippocampal adult neurogenesis through the transcriptional repression of Hes5 gene. J Neurosci. 32(36):12543-12557, 2012.

  26. Ince-Dunn G, Okano HJ, Jensen KB, Park WY, Zhong R, Ule J, Mele A, Fak JJ,　Yang C, Zhang C, Yoo J, Herre M, Okano H, Noebels JL, Darnell RB. Neuronal Elav-like (Hu) Proteins Regulate RNA Splicing and Abundance to Control Glutamate Levels and Neuronal Excitability. Neuron 75(6):1067-1080, 2012.

  27. Suyama S, Suanabori T, Kanki H, Sawamoto K, Okano H.: Purinergic signaling promotes cell proliferation of transit-amplifying cells in adult mouse subventricular zone. J. Neurosci 32(27):9238-9247, 2012.

  28. Nori S, Okada Y, Yasuda A, Tsuji O, Takahashi Y, Kobayashi Y, Fujiyoshi K, Koike M, Uchiyama Y, Ikeda E, Toyama Y, Yamanaka S, Masaya N, Okano H.: Grafted human induced pluripotent stem cell-derived neurospheres promotes motor functional recovery after spinal cord injury in mice. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 108(40): 16825-16830, 2011.

  29. Renault-Mihara F, Katoh H, Ikegami T, Iwanami A, Mukaino M, Yasuda A, Nori S, Mabuchi Y, Tada H, Shibata S, Saito K, Matsushita M, Kaibuchi K, Okada S, Toyama Y, Nakamura M, Okano H.: Beneficial compaction of spinal cord lesion by migrating astrocytes through glycogen synthase kinase-3 inhibition. EMBO Mol Med. 3(11): 682-696, 2011.

  30. Fujioka M, Tokano H, Fujioka-Shiina K, Okano H, Edge A.S.B.: Cre/lox mediated in vivo mosaic cell ablation to generate novel models for early stages of degenerative disease and tissue repair. J. Clin. Invest. 121(6):2462-2469, 2011.

  31. Ishizuka K, Kamiya A, Oh EC, Kanki H, Sehadri S, Robinson J, Murdoch H, Dunlop AJ, Kubo KI, Furukori K, Huang B, Zeledon M, Hayashi-Takagi A, Okano H, Nakajima K, Houslay MD, Katsanis N, Sawa A.: DISC1-dependent switch from progenitor proliferation to migration in the developing cortex. Nature. 473(7345): 92-96, 2011.

  32. Ellis J, Baum C, Benvenisty N, Mostoslavsky G, Okano H, Stanford WL, Porteus, M, and Sadelain M: Benefit of utilizing gene-modified iPSCs for clinical applications. Cell Stem Cell 7(4):429-430, 2010.

  33. Nishimoto Y, Okano H.： New insight into cancer therapeutics: induction of differentiation by regulating the Musashi/Numb/Notch pathway. Cell Res. 20(10):1083-1085, 2010.

  34. Okano H: Neural stem cells and strategies for the regeneration of the central nervous system. Proc. Jpn. Acad., Ser. B 86(4):438-450, 2010.

  35. Kuwako K., Kakumoto K, Imai T, Igarashi M, Hamakubo T, Sakakibara S, Tessier-Lavigne M, Okano HJ, Okano H.: Neural RNA-binding protein Musashi1 controls midline crossing of precerebellar neurons through post-transcriptional regulation of Robo3/Rig-1 expression. Neuron 67(3): 407-421, 2010.

  36. Kaneko N, Marin O, Koike M, Hirota Y, Uchiyama Y, Wu JY, Lu Q, Tessier-Lavigne M, Alvarez-Buylla A, Okano H, Rubenstein JL and Sawamoto K: New neurons clear the path of astrocytic processes for their rapid migration in the adult brain. Neuron 67(2): 213-223, 2010.

  37. Tsuji O, Miura K, Okada Y, Fujiyoshi K, Nagoshi N, Kitamura K, Kumagai G, Mukaino M, Nishino M, Tomisato S, Higashi H, Ikeda E, Nagai T, Kohda K, Takahashi K, Okita K, Katoh H, Matsuzaki Y, Yuzaki M, Toyama Y, Nakamura M, Yamanaka S and Okano H.: Therapeutic effect of the appropriatelly evaluated ‘safe’ iPS cells for spinal cord injury. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 107(28): 12704-12709, 2010.

  38. Kurihara T, Kubota Y, Ozawa Y, Takubo K, Noda K, Johnson RS, Suematsu M, Tsubota K, Ishida S, Goda N, Suda T, and Okano H: VHL regulates transition from fetal to adult circulatory system in retina. Development 137(9): 1563-71, 2010.

  39. Kohyama J, Takatsuka E, Sanosaka T, Tokunaga A, Okano H, Nakashima K: Lineage restriction toward neuron is established during astrocyte differentiation of neural progenitor cells through the function of REST/NRSF. J. Cell Biol. 189(1): 159-170, 2010.

  40. Okano H, Temple S: Cell types to order: Temporal specification of CNS stem cells. Current Opinion in Neurobiology, 19: 112-119, 2009.

  41. Morikawa S, Mabuchi Y, Kubota Y, Nagai Y, Niibe K, Hiratsu E, Suzuki S, Miyauchi-Hara C, Nagoshi N, Sunabori T, Shimmura S, Miyawaki A, Nakagawa T, Suda T, Okano H, and Matsuzaki Y.: Prospective identification, isolation and self-renewal of multipotent mesenchymal stem cells in vivo. J. Exp. Med. 206(11): 2483-2496, 2009.

  42. Miura K, Okada Y, Aoi T, Okada A, Takahashi K, Okita K, Nakagawa M, Koyanagi M, Tanabe K, Ohnuki M, Ogawa D, Ikeda E, Okano H, Yamanaka S.: Variation in the safety of induced pluripotent stem cell lines Nature Biotech. 27(8): 743-745, 2009. (*H. Okano is the corresponding author in this paper)

  43. Sasaki E, Suemizu H, Shimada A, Hanazawa K, Oiwa R, Kamioka M, Sotomaru Y, Hirakawa R, Eto T, Shiozawa S, Maeda T, Ito R, Kito C, Yagihashi C, Kawai K, Miyoshi H, Tanioka Y, Tamaoki N, Habu S, Okano H, Nomura T.: Generation of transgenic non-human primates with germ line transmission. Nature, 459(7246): 523-527, 2009. (*H. Okano is the corresponding author in this paper)

  44. Naka H, Nakamura S, Shimazaki T, Okano H: Requirement for COUP-TFI and II in the temporal specification of neural stem cells in central nervous system development. Nature Neurosci 11 (9): 1014-1023, 2008

  45. Sato Y, Watanabe T, Saito D, Takahashi T, Yoshida S, Kohyama J, Ohata E, Okano H, Takahashi Y.: Notch signaling mediates the segmental specification of angioblasts in somites and their directed migration toward the dorsal aorta in avian embryos. Dev. Cell. 14: 890-901, 2008

  46. Kawahara H, Imai T, Imataka H, Okano H: An RNA-binding protein Musashi1 Inhibits Translation Initiation by Competing with eIF4G for PABP. J. Cell Biol. 181: 639-653, 2008.

  47. Nagoshi N, Shibata S, Kubota Y, Nakamura M, Nagai Y, Satoh E, Okada Y, Mabchi Y, Katoh H, Okada S, Fukuda K, Suda T, Matsuzaki Y, Toyama Y, Okano H.: Ontogeny and Multipotency of Neural Crest-Derived Stem Cells in Bone Marrow, Dorsal Root Ganglia and Whisker Pad of Adult Rodents. Cell Stem Cell. 2: 392-403, 2008.

  48. Okano H, Sawamoto K: Neural Stem Cells：Involvement in Adult Neurogenesis and CNS Repair. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 363, 2111-21122, 2008.

  49. Fujiyoshi K, Yamada M, Nakamura M, Yamane J, Kato H, Kitamura K, Kawai K, Okada S, Momoshima S, Toayama Y, Okano H: In Vivo tracing of neural tracts in the intact and injured spinal cord of marmosets by diffusion tensor tractography. J. Neurosci. 27: 11991-11998, 2007.

  50. Kaneko S, Iwanami A, Nakamura M, Kishino A, Kikuchi K, Shibata S, Okano HJ, Ikegami T, Moriya A, Konishi O, Nakayama C, Kumagai K, Kimura T, Sato Y, Goshima Y, Taniguchi M, Ito M, He Z, Toyama Y, and Okano H: A selective Sema3A-inhibitor enhances regenerative responses and functional recovery of the injured spinal cord. Nat. Med. 12(12): 1380-1389, 2006.

  51. Okada S, Nakamura M, Katoh H, Miyao T, Shimazaki T, Ishii K, Yamane J, Yoshimura A, Iwamoto Y, Toyama Y, Okano H.: Conditional ablation of Stat3 or Socs3 discloses a dual role for reactive astrocytes after spinal cord injury. Nat Med.12(7): 829-834, 2006.

  52. Arata Y, Kouike H, Zhang Y, Herman MA, Okano H, Sawa H. :Wnt signaling and a Hox protein cooperatively regulate psa-3/Meis to determine daughter cell fate after asymmetric cell division in C. elegans. Dev Cell. 11:105-115, 2006.

  53. Sakaguchi M, Shingo T, Shimazaki T, Okano HJ, Shiwa M, Ishibashi S, Oguro H, Ninomiya M, Kadoya T, Horie H, Shibuya A, Mizusawa H, Poirier F, Nakauchi H, Sawamoto K, Okano H: A carbohydrate binding protein, Galectin-1, promotes proliferation of adult neural stem cells. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 103: 7112-7117, 2006.

  54. Hara T, Nakamura K, Nakahara Y, Migishima R, Yokoyama M, Okano H, Mizushima N.: Suppression of autophagy in neural cells causes a neurodegenerative disease. Nature 441: 885-889, 2006.

  55. Sawamoto, K., Wichterle H, Gonzalez-Perez O, Cholfin JA, Yamada M, Spassky N, Murcia NS, Garcia-Verdugo JM, Martin O, Rubenstein JL, Tessier-Lavigne M, Okano H, Alvarez-Buylla, A: New neurons follow the flow of cerebrospinal fluid in the adult brain. Science 311: 629-631, 2006.

  56. Kawada H, Takizawa S, Takanashi T, Morita Y, Fujita J, Fukuda K, Takagi S, Okano H, Ando K, Hotta T: Administration of hematopoietic cytokines in the subacute phase after cerebral infarction is effective for functional recovery facilitating proliferation of intrinsic neural stem cells and transition of bone marrow-derived neuronal cells. Circulation 113: 701-710, 2006.

  57. Iijima T, Imai T, Kimura Y, Bernstein A, Okano HJ, Yuzaki M, Okano H. : RNA-binding protein HZf specifically binds to 3’-untranslated region of type1 inositol 1, 4, 5-trisphosphate receptor mRNA and is involved in its dendritic localization. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 102: 17190-17195, 2005.

  58. Kanuka, H., Kuranaga, E., Hiratou, T., Okano, H. and Miura, M.: Drosophila Caspase transduce Shaggy/GSK-3 activity in neural precursor development. EMBO J 24: 3793-3806, 2005

  59. Tomita Y, Wakamatsu Y, Shibuya I, Matsumura K, Kawaguchi H, Hisaka Y, Matsuzaki Y, Osumi N, Ogawa S, Okano H and Fukuda K: Cardiac neural crest cells as dormant multipotent stem cells, identified as side population cells. J. Cell Biol. 170: 1135-1146, 2005.

  60. Yuasa S, Itabashi Y, Koshimizu U, Tanaka T, Sugimura K, Fukami S, Itabashi Y, Hattori F, Shinazaki T, Ogawa S, Okano H and Fukuda K.: Transient inhibition of BMP signaling by Noggin induces cardiomyocyte differentiation of mouse embryonic stem cells. Nature Biotech. 23: 607-611, 2005.

  61. Akamatsu W, Fujiwara H, Mitsuhashi T, Yano M, Shibata S, Hayakawa Y, Okano HJ, Sakakibara S, Takano H, Takano T, Takahashi T, Noda T, Okano H.: RNA-binding protein HuD regulates neuronal cell identity and maturation. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 102: 4625-4630, 2005.

  62. Sakatani T, Kaneda A, Iacobuzio-Donahue CA, Carter MG, Witzel SB, Okano H, Ko, MSH, Ohlsson R, Longo DL, Feinberg AP: Loss of imprinting of Igf２ alter intestinal maturation and tumorigenesis in mice. Science 307: 1976-1978, 2005.

  63. Matsuzaki, Y., Kinjo, K., Mulligan, RC. and Okano, H. : Unexpectedly efficient homing capacity of purified murine hematopoietic stem cells. Immunity 20: 87-93, 2004.

  64. Hu QD, Ang BT, Karsak M, Hu WP, Cui XY, Duka T, Takeda Y, Chia W, Sankar N, Ng YK, Ling EA, Maciag T, Small D, Trifonova R, Kopan R, Okano H, Nakafuku M, Chiba S, Hirai H, Aster JC, Schachner M, Pallen CJ, Watanabe K, Xiao ZC.: F3/contactin acts as a functional ligand for Notch during oligodendrocyte maturation. Cell 115: 163-175, 2003.

  65. Kanuka H, Kuranaga E, Hiratou T, Igaki T, Nelson B, Okano H, Miura M.: Cytosol-endoplasmic reticulum interplay by Sec61alpha translocon in polyglutamine-mediated neurotoxicity in Drosophila. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 100: 11723-11728, 2003.

  66. Yuasa Y, Okabe M, Yoshikawa S, Tabuchi K, Xiong WC, Hiromi Y, Okano H.: Drosophila homeodomain protein REPO controls glial differentiation by cooperating with ETS and BTB transcription factors. Development 130: 2419-2428, 2003.

  67. Okano, H., Imai, T. and Okabe, M.: Musashi: a translational regulator of cell fates. J. Cell Sci. 115: 1355-1359, 2002.

  68. Kuranaga E, Kanuka H, Igaki T, Sawamoto K, Ichijo H, Okano H, Miura M.: Reaper-mediated inhibition of DIAP1-induced DTRAF1 degradation results in activation of JNK in Drosophila. Nature Cell Biol. 4: 705-710, 2002.

  69. Matsuno K, Ito M, Hori K, Miyashita F, Suzuki S, Kishi N, Artavanis-Tsakonas S, Okano H.: Involvement of a proline-rich motif and RING-H2 finger of Deltex in the regulation of Notch signaling. Development 129: 1049-1059, 2002.

  70. Sakakibara S, Nakamura Y, Satoh H, Okano H.: RNA-binding protein Musashi2: developmentally regulated expression in neural precursor cells and subpopulations of neurons in mammalian CNS. J. Neurosci. 21: 8097-8107, 2001.

  71. Keyoung HM, Roy NS, Benraiss A, Louissaint A Jr, Suzuki A, Hashimoto M, Rashbaum WK, Okano H, Goldman SA.: High-yield selection and extraction of two promoter-defined phenotypes of neural stem cells from the fetal human brain. Nature Biotech. 19: 843-850, 2001.

  72. Miyata T, Kawaguchi A, Okano H, Ogawa M.: Asymmetric inheritance of radial glial fibers by cortical neurons. Neuron 31: 727-741, 2001.

  73. Sawamoto K, Nakao N, Kobayashi K, Matsushita N, Takahashi H, Kakishita K, Yamamoto A, Yoshizaki T, Terashima T, Murakami F, Itakura T, Okano H.: Visualization, direct isolation, and transplantation of midbrain dopaminergic neurons. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 98: 6423-6428, 2001.

  74. Sawamoto K, Nakao N, Kakishita K, Ogawa Y, Toyama Y, Yamamoto A, Yamaguchi M, Mori K, Goldman SA, Itakura T, Okano H.: Generation of dopaminergic neurons in the adult brain from mesencephalic precursor cells labeled with a nestin-GFP transgene. J. Neurosci.21: 3895-3903, 2001.

  75. Okabe M, Imai T, Kurusu M, Hiromi Y, Okano H. : Translational repression determines a neuronal potential in Drosophila asymmetric cell division. Nature 411: 94-98, 2001.

論文指導資格の有無

修士、博士